Вплив забруднення кадмієм на гліальні клітини мозку: наслідки та біоіндикаційні можливості


  • V. S. Nedzvetsky Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара
  • V. Ya. Gasso Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара
  • A. M. Hahut Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара
  • I. A. Hasso Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара
Ключові слова: окисний стрес, гліальний фібрилярний кислий білок, глюкозо-6-фосфат-дегідрогеназа, клітини U373, біомаркер

Анотація

Кадмій (Cd) – важкий метал, який наразі присутній майже в усіх компонентах довкілля. Cd є повсюдним забруднювачем, що постійно надходить у навколишнє середовище з промислових та сільськогосподарських джерел, гірничодобувної промисловості, лісових пожеж тощо. Окремі професійні захворювання мають ускладнення, пов'язані з цитотоксичністю Cd. Незважаючи на тривале вивчення токсичних ефектів Cd, цитотоксичність низьких доз та хронічний вплив цього токсиканту на клітини нервової тканини залишаються нерозкритими. Результати визначення нейротоксичності Cd свідчать про порушення проникності гематоенцефалічного бар’єру, акумуляцію Cd у мозку та погіршення функціональної активності центральної нервової системи. Одними з найбільших клітинних мішеней для Cd у мозку є астроцити, які забезпечують живлення та функціональну активність нейронів, а також відновлення фізичних та метаболічних ушкоджень. Цитоскелет астроцитів побудований із гліального фібрилярного кислого білка (ГФКБ). ГФКБ бере участь у важливих функціях астроцитів і його стан відображає реактивність астроцитів. Молекулярні механізми нейротоксичного впливу Cd на гліальний цитоскелет залишаються невідомими. Для досліджень цитотоксичних механізмів різних сполук, включаючи важкі метали як клітинні моделі астроцитів, широко використовуються гліобластоми. Ураховуючи роль окисного стресу в клітинних ушкодженнях, а також реактивну відповідь гліальних клітин, у представленій роботі досліджено ефекти низьких доз Cd на показники окисного стресу та експресію ГФКБ і глюкозо-6-фосфат-дегідрогенази (Г6ФД) у клітинах лінії U373GM. Показано, що дози 2-10 μМ Cd індукували дозозалежне зростання реактивних сполук кисню та продуктів перекисного окиснення ліпідів. Ці самі дози інгібували експресію цитоскелетного маркера астроцитів ГФКБ і метаболічного маркеру утилізації глюкози Г6ФД. Отримані результати свідчать про виразний цитотоксичний ефект низьких доз Cd в астроцитарній клітинній моделі U373GM. До того ж астрогліальна цитотоксичність Cd може бути опосередкована окисними ушкодженнями, пригніченням експресії гліальних проміжних філаментів і розладом утилізації глюкози. Визначені параметри можуть бути багатообіцяльними біомаркерами токсичного впливу як для оцінки стану здоров’я людини, тварин, так і для визначення стану навколишнього середовища в цілому.

Посилання

Acan N.L., Tezcan E.F. Inhibition kinetics of sheep brain glutathione reductase by cadmium ion. Biochemical and Molecular Medicine. 1995. 54.
P. 33-37.


Baydas G., Nedzvetskii V.S., Kirichenko S.V., Nerush P.A. Astrogliosis in the hippocampus and cortex and cognitive deficits in rats with streptozotocin-induced diabetes: effects of melatonin. Neurophysiology. 2008. 40 (2). P. 105-111.


Biomarker Technology Platforms for Cancer Diagnoses and Therapies. TriMark Publications, LLC, 2014.


Buosi A.S., Matias I., Araujo A.B., Batista C., Gomes F. Heterogeneity in synaptogenic profile of astrocytes from different brain regions. Molecular Neurobiology. 2018. 55 (1). P. 751-762.


Burger J., Gochfeld M. On developing bioindicators for human and ecological health. Environmental Monitoring and Assessment. 2001. 66 (1).
P. 23-46.


Cao Y., Chen A., Radcliffe J. Postnatal cadmium exposure, neurodevelopment, and blood pressure in children at 2, 5, and 7 years of age. Environmental Health Perspectives, 2009. 117 (10). P. 1580-1586.


Chen W.W., Zhang X., Huang W.J. Role of neuroinflammation in neurodegenerative diseases (review). Molecular Medicine Reports. 2016. 13 (4). P. 3391-3396.


Ciesielski T., Bellinger D.C., Schwartz J., Hauser R., Wright R.O. Associations between cadmium exposure and neurocognitive test scores in a cross-sectional study of US adults. Environmental Health Perspectives. 2013. 16 (1). P. 7-19.


Ciesielski T., Schwartz J., Bellinger D.C., Hauser R., Amarasiriwardena C., Sparrow D., Wright R.O. Iron-processing genotypes, nutrient intakes, and cadmium levels in the Normative Aging Study: Evidence of sensitive subpopulations in cadmium risk assessment. Environment International. 2018. 119. P. 527-535.


Ciesielski T., Weuve J., Bellinger D.C., Schwartz J., Lanphear B., Wright R.O. Cadmium exposure and neurodevelopmental outcomes in U.S. children. Environmental Health Perspectives. 2012. 120 (5). P. 758-763.


Eng L.F., Ghirnikar R.S., Lee Y.L. Glial fibrillary acidic protein: GFAP-thirty-one years (1969–2000). Neurochemical Research. 2000. 25 (9-10). P. 1439-1451.


Falnoga I., Tusek-Znidaric M., Horvat M., Stegnar P. Mercury, selenium, and cadmium in human autopsy samples from Idrija residents and mercury mine workers. Environmental Research. 2000. 84 (3). P. 211-218.


Farina M., Avila D.S., da Rocha J.B., Aschner M. Metals, oxidative stress and neurodegeneration: a focus on iron, manganese and mercury. Neurochemistry International. 2013. 62 (5). P. 575-594.


Fotakis G., Timbrell J.A. Modulation of cadmium chloride toxicity by Sulphur amino acids in hepatoma cells. Toxicology in Vitro. 2006. 20 (5). P. 641-648.


Freeman M.R. Specification and Morphogenesis of Astrocytes. Science. 2010. 330. P. 774-778.


Fujiwara Y., Lee J.Y., Tokumoto M., Satoh M. Cadmium renal toxicity via apoptotic pathways. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 2012. 35. P. 1892-1897.


Guzyk M.M., Tykhomyrov A.A., Nedzvetsky V.S. Poly(ADP-ribose) polymerase-1 (PARP-1) inhibitors reduce reactive gliosis and improve angiostatin levels in retina of diabetic rats. Neurochemical Research. 2016.
41 (10). P. 2526-2537.


He W., Li Y., Tian J., Jiang N., Du B., Peng Y. Optimized mixture of As, Cd and Pb induce mitochondria-mediated apoptosis in C6-glioma via astroglial activation, inflammation and P38-MAPK. American Journal of Cancer Research. 2015. 5 (8). P. 2396-2408.


Horecker B.L. The pentose phosphate pathway. Journal of Biological Chemistry, 2002. 277. P. 47965–47971.


Im J.Y., Park S.G., Han P.L. Cadmium-induced astroglial death proceeds via glutathione depletion. Journal of Neuroscience Research. 2006.
83 (2). P. 301-308.


Järup L., Akesson A. Current status of cadmium as an environmental health problem. Toxicology and Applied Pharmacology. 2009. 238. P. 201-208.


Jeong E.-M., Moon C.-H., Kim C.-S., Lee S.H., Baik E.J., Moon C.K., Jung Y.‑S. Cadmium stimulates the expression of ICAM-1 via NF-κB activation in cerebrovascular endothelial cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 2004. 320 (3). P. 887‑892.


Jo C., Koh Y.H. Cadmium induces N-cadherin cleavage via ERK-mediated γ-secretase activation in C6 astroglia cells. Toxicology Letters. 2013. 222. P. 117-121.


Jonesco D.S., Hassager C., Frydland M., Kjærgaard J., Karsdal M., Henriksen K. A caspase-6-cleaved fragment of glial fibrillary acidic protein as a potential serological biomarker of CNS injury after cardiac arrest. PLoS One. 2019. 14 (11). e0224633.


Jung Y.S., Jeong E.M., Park E.K., Kim Y.M., Sohn S., Lee S.H., Baik E.J., Moon C.H. Cadmium induces apoptotic cell death through p38 MAPK in brain microvessel endothelial cells. European Journal of Pharmacology. 2008. 578. P. 11-18.


Kamphuis W., Kooijman L., Orre M., Stassen O., Pekny M., Elly M.H. GFAP and vimentin deficiency alters gene expression in astrocytes and microglia in wild-type mice and changes the transcriptional response of reactive glia in mouse model for Alzheimer’s disease. Glia. 2015. 63 (6). 201-218.


Keaney J., Campbell M. The dynamic blood–brain barrier. FEBS Journal. 2015. 282. P. 4067-4079.


Kirici M., Nedzvetsky V.S., Agca C. A., Gasso V.Y. Sublethal doses of copper sulphate initiate deregulation of glial cytoskeleton, NF-kB and PARP expression in Capoeta umbla brain tissue. Regulatory Mechanisms of Biosystems. 2019. 10 (1). P. 103-110.


Lawrence T. The nuclear factor NF-kappaB pathway in inflammation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2009. 6. 16-31.


Lee J.Y., Tokumoto M., Hattori Y., Fujiwara Y., Shimada A., Satoh M. Different regulation of p53 expression by cadmium exposure in kidney, liver, intestine, vasculature, and brain astrocytes. Toxicology Research. 2016. 32 (1). P. 73-80.


Mendez-Armenta M., Rios C. Cadmium neurotoxicity. Environmental Toxicology and Pharmacology. 2007. 23 (3). P. 350-358.


Mori H., Sasaki G., Nishikawa M., Hara M. Effects of subcytotoxic cadmium on morphology of glial fibrillary acidic protein network in astrocytes derived from murine neural stem/progenitor cells. Environmental Toxicology and Pharmacology. 2015. 40. P. 639-644.


Nair A.R., Degheselle O., Smeets K., Van Kerkhove E., Cuypers A. Cadmium-induced pathologies: Where is the oxidative balance lost (or not). International Journal of Molecular Sciences. 2013. 14. P. 6116-6143.


Nakahata Y., Yasuda R. Plasticity of Spine Structure: Local Signaling, Translation and Cytoskeletal Reorganization. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 2018. 10 (29).


Nedzvetsky V.S., Agca C.A., Baydas G. The peptidoglycan fraction enriched wıth muramyl pentapeptide from Lactobacillus bulgaricus inhibits glioblastoma U373MG cell migratıon capability and upregulates PARP1 and NF-kB levels. Biotechnologia Acta. 2020. 13 (2). P. 65-79.


Nedzvetsky V.S., Sukharenko E.V., Kyrychenko S.V., Baydas G. Soluble curcumin prevents cadmium cytotoxicity in primary rat astrocytes by improving a lack of GFAP and glucose-6-phosphate-dehydrogenase. Regulatory Mechanisms in Biosystems. 2018. 9 (4). P. 501-507.


Nilesh M., Kalariya A., Nancy K., Wills B., Kota V., Ramana C., Satish K., Srivastava C., Frederik J.G., Van Kuijk M. Cadmium-induced apoptotic death of human retinal pigment epithelial cells is mediated by MAPK pathway. Experimental Eye Research. 2009. 89. P. 494-502.


Ninkov M., Popov A., Aleksandrov A., Demenesku J., Mirkov I., Mileusnic D., Petrovic A., Grigorov I., Zolotarevski L., Tolinacki M., Kataranovski D., Brceski I., Kataranovski M. Toxicity of oral cadmium intake: Impact on gut immunity. Toxicology Letters. 2015. 237. P. 89-99.


Noble J.E. Quantification of protein concentration using UV absorbance and Coomassie dyes. Methods in Enzymology. 2014. 536. P. 17-26.


Ohkawa I., Shiga S., Kageyama M. An esterase on the outer membrane of Pseudomonas aeruginosa for the hydrolysis of long chain acyl esters. Journal of Biochemistry. 1979. 86(3). P. 643-656.


Pekny M., Wilhelmsson U., Pekna M. The dual role of astrocyte activation and reactive gliosis. Neuroscience Letters. 2014. 565. P. 30-38.


Phuagkhaopong S., Ospondpant D., Kasemsuk T., Sibmooh N., Soodvilai S., Power C., Vivithanaporn P. Cadmium-induced IL-6 and IL-8 expression and release from astrocytes are mediated by MAPK and NF-κB pathways. Neurotoxicology. 2017. 60. P. 82-91.


Satarug S., Baker J.R., Urbenjapol S., Haswell-Elkins M., Reilly P.E.B., Williams D.J., Moore M.R. A global perspective on cadmium pollution and toxicity in non-occupationally exposed population. Toxicology Letters. 2003. 137 (1-2). P. 65-83.


Shekh K., Tang S., Niyogi S., Hecker M. Expression stability and selection of optimal reference genes for gene expression normalization in early life stage rainbow trout exposed to cadmium and copper. Aquatic Toxicology. 2017. 190. P. 217-227.


Shukla G.S., Hussain T., Srivastava R.S., Chandra S.V. Glutathione peroxidase and catalase in liver, kidney, testis and brain regions of rats following cadmium exposure and subsequent withdrawal. Industrial Health. 1989. 27. P. 59-69.


Subramaniam N.S., Bawden C.S., Waldvogel H., Faull R.M.L., Howarth G.S., Snell R.G. Emergence of breath testing as a new non-invasive diagnostic modality for neurodegenerative diseases. Brain Research. 2018. 1691. P. 75-86.


Sukharenko E.V., Samoylova I.V., Nedzvetsky V.S. Molecular mechanisms of aluminium ions neurotoxicity in brain cells of fish from various pelagic areas. Regulatory Mechanisms in Biosystems. 2017. 8 (3). P. 461-466.


Swiergosz-Kowalewska R. Cadmium distribution and toxicity in tissues of small rodents. Microscopy Research and Technique. 2001. 55. P. 208-222.


Waisberg M., Joseph P., Hale B., Beyersmann D. Molecular and cellular mechanisms of cadmium carcinogenesis. Toxicology. 2003. 192 (2-3). P. 95-117.


Wang B., Du Y. Cadmium and Its Neurotoxic Effects. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2013. 5. P. 898-910.


Yang C.S., Tzou B.C., Liu Y.P., Tsai M.J., Shyue S.K., Tzeng S.F. Inhibition of cadmium-induced oxidative injury in rat primary astrocytes by the addition of antioxidants and the reduction of intracellular calcium. Journal of Cellular Biochemistry. 2008. 103. P. 825‑834.


Гассо В.Я., Клименко О.Ю. Перекисне окиснення ліпідів у прудкої ящірки з екосистем різного ступеня антропогенної трансформації // Вісник Дніпропетровського університету. Серія: Біологія. Медицина. 2011. 2, № 2. C. 128-134.


Гассо В.Я., Клименко О.Ю., Недзвецкий В.С. Состояние цитоскелетных молекулярных компонентов мозга прыткой ящерицы как биомаркер нарушений, индуцированных промышленным загрязнением // Екологія та ноосферологія. 2010. 21, № 3–4. С. 98-104.


Гассо В.Я., Клименко О.Ю., Сухаренко Е.В., Недзвецкий В.С. Оценка негативного эффекта загрязнения биогеоценозов с использованием нейроспецифического цитоскелетного белка прыткой ящерицы // Екологія та ноосферологія. 2012. 23, № 1–2. С. 58-66.


Переглядів анотації: 12
Завантажень PDF: 4
Опубліковано
2020-10-29
Розділ
Articles